LA TUBERCULOSIS EN LOS RUMIANTES DOMÉSTICOS: SITUACIÓN ACTUAL Y DESAFÍOS DIAGNÓSTICOS
La tuberculosis (TB) animal es una enfermedad infecciosa de distribución mundial causada por las micobacterias del complejo Mycobacterium tuberculosis (CMTB) (Schiller et al. 2010).
La TB afecta a multitud de especies animales entre las que destacan los rumiantes domésticos, especialmente el ganado bovino y caprino, y diferentes especies de fauna silvestre (Pesciaroli et al. 2014). Sin embargo, los animales también pueden transmitir la TB a las personas debido al carácter zoonósico de la enfermedad (Roy et al. 2025).
España es el segundo país de la Unión Europea con una mayor incidencia de TB zoonótica (0,16 casos por cada 100.000 habitantes en el año 2024 (European Food Safety Authority/EFSA, European Centre for Disease Prevention and Control/ECDC 2025)).
No obstante, el impacto de la TB zoonótica se ha reducido significativamente a lo largo de los años debido, entre otros motivos, al establecimiento de medidas preventivas como la pasteurización de la leche o la implantación de programas de erradicación en el ganado (Kock et al. 2021).
Los programas de erradicación (Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación 2026) se basan principalmente en:

Las técnicas diagnósticas (De La Rua-Domenech et al. 2006; Bezos et al. 2014) se basan en la detección de la respuesta inmunitaria de base celular mediante el empleo de derivados proteicos purificados (PPDs) como reactivos diagnósticos. Estas técnicas son:
La prueba de la intradermotuberculinización (IDTB) o “prueba de la tuberculina”.
La prueba del interferón gamma (interferon-gamma release assay; IGRA).
Sin embargo, la erradicación de la enfermedad puede verse obstaculizada, entre otros motivos, por la limitada capacidad de las técnicas diagnósticas oficiales para detectar correctamente a los animales infectados en determinados contextos epidemiológicos (Bezos et al. 2023; Pozo et al. 2023).

NUEVAS ESTRATEGIAS PARA EL DIAGNÓSTICO INMUNOLÓGICO DE LA TUBERCULOSIS ANIMAL
La respuesta inmunitaria frente a la TB es compleja y puede verse afectada por múltiples factores, lo que repercute directamente en el rendimiento de las técnicas diagnósticas y, por tanto, en su capacidad para determinar con precisión el estatus de infección de los animales (Bezos et al. 2014; Pollock y Neill 2002).
Esta limitación pone de manifiesto la necesidad de profundizar en el conocimiento de la respuesta inmunitaria del hospedador frente a la TB con el fin de identificar biomarcadores inmunológicos o fisiológicos adicionales que permitan detectar aquellos animales infectados que no expresen adecuadamente los marcadores diagnósticos tradicionales (Alvarez 2021).
Detección de citoquinas
La detección de citoquinas representa una estrategia especialmente relevante, ya que permite evaluar de forma directa la respuesta inmune de los animales frente a antígenos de las micobacterias del CMTB (Smith et al. 2021).
Este principio representa el fundamento de la técnica del IGRA, basada en la cuantificación de interferón gamma (IFN-γ) tras la estimulación in vitro con PPDs de muestras de sangre de los animales (Wood y Jones 2001).
Si bien esta técnica se enfoca en la detección de una única citoquina, el desarrollo y la validación de plataformas de detección simultánea de múltiples citoquinas podrían contribuir a mejorar la sensibilidad diagnóstica mediante la identificación de animales infectados cuya respuesta frente a la enfermedad no se limite a la producción de IFN-γ (Velasco et al. 2026; Palmer et al. 2020). |
Reactivos diagnósticos
La búsqueda de nuevos reactivos diagnósticos capaces de sustituir a las PPDs tradicionales empleadas en el diagnóstico de la TB constituye una línea de investigación de especial interés en la actualidad (Middleton et al. 2025).
Ciertas limitaciones en la sensibilidad y especificidad de las técnicas oficiales se han atribuido al empleo de PPDs como reactivos diagnósticos, ya que:
Tienen una composición poco definida.
Contienen antígenos comunes a micobacterias no tuberculosas causantes de reactividad cruzada (Infantes-Lorenzo et al. 2017).
Difieren en su actividad biológica entre fabricantes o lotes de producción (Good et al. 2011; Echeverría et al. 2024).
En los últimos años se han realizado numerosas investigaciones que han permitido identificar los antígenos más inmunógenos del CMTB capaces de ser producidos como péptidos sintéticos o proteínas recombinantes y constituir así un potencial reemplazo para las PPDs tradicionales (Jones et al. 2022; Fromsa et al. 2025; Lakew et al. 2025).
Entre estos posibles candidatos, destacan proteínas recombinantes o preparaciones antigénicas basadas en la combinación de los antígenos ESAT-6, CFP-10, Rv3615c con otros, cuya sensibilidad fue similar a la de la PPDb en estudios a pequeña escala (Middleton et al. 2025, 2021).
La estimulación de muestras de sangre con estos antígenos específicos, combinada con la detección simultánea de múltiples citoquinas, podría representar una estrategia prometedora para optimizar el equilibrio entre sensibilidad y especificidad en el diagnóstico inmunológico de la TB. |
Relación entre estrés psicógeno y reactividad a las técnicas diagnósticas
Otro elemento clave a considerar en lo relativo al correcto rendimiento de las técnicas diagnósticas basadas en la respuesta inmunitaria son los estados de inmunodepresión de los animales por fenómenos de estrés o enfermedad, entre otros (Álvarez et al. 2009; Humblet et al. 2009).
En este sentido, el estudio de la asociación entre marcadores de estrés psicógeno y la reactividad a las técnicas diagnósticas podría ayudar a identificar aquellos animales infectados que no reaccionan correctamente a las técnicas diagnósticas debido a una respuesta inmunitaria insuficiente.

LA HUELLA DE LA TUBERCULOSIS EN LOS ANIMALES: BIOMARCADORES, METABOLÓMICA Y MICROBIOTA
La TB puede provocar en los animales alteraciones biológicas a distintos niveles.
Por tanto la identificación de animales infectados no debería limitarse únicamente a la detección de la respuesta inmunitaria frente a la enfermedad sino abordarse desde un enfoque multidisciplinar (Park y Yoo 2021).
Marcadores de inflamación y estrés oxidativo
De forma paralela a la liberación de citoquinas, como parte de la respuesta inmunitaria innata del hospedador (Gassó et al. 2016; Saco y Bassols 2023; Eckersall y Bell 2010), la infección por TB desencadena la producción de:
Proteínas de fase aguda (acute pase proteins; APPs).
Especies reactivas de oxígeno y nitrógeno (reactive oxigen and nitrogen species; ROS y RNS, respectivamente) que pueden inducir un estado de estrés oxidativo cuando su producción supere la capacidad antioxidante del hospedador (Palanisamy et al. 2011).
A pesar de que la cuantificación de APPs y marcadores de estrés oxidativo ha demostrado potencial diagnóstico y pronóstico en otras enfermedades infecciosas de los rumiantes domésticos (Baptistiolli et al. 2018; González et al. 2010.), en el caso de la TB animal la evidencia científica disponible sigue siendo aún limitada. |
Metabolómica
La metabolómica constituye una herramienta de gran interés, ya que permite analizar el conjunto de pequeñas moléculas del organismo, denominadas metabolitos, que reflejan de forma sensible el estado fisiológico del hospedador y sus alteraciones frente a procesos infecciosos o inflamatorios (Alonso-Moreno et al. 2023).
Dentro de las plataformas disponibles, la espectroscopía de resonancia magnética nuclear (RMN) ofrece ventajas relevantes por su:
Elevada reproducibilidad.
Escasa necesidad de preparación de la muestra.
Carácter no destructivo.
Capacidad para generar perfiles metabólicos robustos y comparables.
La metabolómica basada en RMN podría permitir la identificación de firmas metabólicas asociadas con:
La presencia de enfermedad tuberculosa (Alonso-Moreno et al. 2025; Ruiz-Cabello et al. 2022).
Fenotipos de especial interés diagnóstico, como animales anérgicos o con infecciones latentes o subclínicas.
Los equipos de RMN de sobremesa (Imagen 1) refuerzan la posibilidad de trasladar estas aproximaciones al ámbito clínico y diagnóstico, al tratarse de sistemas:
Más accesibles.
De menor coste.
Sin requerimientos criogénicos.
Más fácilmente implantables en laboratorios veterinarios.
La identificación de patrones metabólicos mediante RMN de sobremesa podría contribuir al desarrollo de herramientas complementarias a las pruebas inmunológicas convencionales y mejorar la detección de la TB en los rumiantes domésticos. |

Microbioma
Otro de los factores que podría desempeñar un papel fundamental en la susceptibilidad o resistencia frente a la infección por TB es el microbioma del hospedador, dada su estrecha relación con el sistema inmunitario y los mecanismos de defensa frente a agentes infecciosos (Barbosa-Amezcua et al. 2022).
Las comunidades microbianas del intestino y pulmón:
Participan en la resistencia frente a la colonización por determinados agentes patógenos.
Contribuyen al desarrollo y modulación de la respuesta inmunitaria a través del conocido como “eje intestino-pulmón” (Khan et al. 2016), un sistema de intercambio bidireccional de productos microbianos, metabolitos y citoquinas entre estos órganos (Budden et al. 2017).
Las enfermedades infecciosas, como la TB, pueden alterar este sistema de comunicación y provocar disbiosis, entendida como una modificación de la diversidad y la composición de estos ecosistemas bacterianos (Cerva et al. 2025).
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EL PROYECTO noTBio
El proyecto nacional “Identificación y validación de biomarcadores novedosos para mejorar el diagnóstico de la tuberculosis en los rumiantes domésticos” (noTBio/PID2024-159293OB-I00/Ministerio de Ciencia, Innovación y Universidades, Agencia Estatal de Investigación):
Abordará la mejora del conocimiento sobre la respuesta inmunitaria y fisiopatológica frente a la TB en el ganado bovino y caprino.
Permitirá la identificación de biomarcadores relacionados con la infección por TB y, de este modo, el desarrollo y validación de metodologías que mejoren el diagnóstico antemortem de la TB.
Este proyecto, iniciado recientemente y con una duración de tres años (2026-2029), será llevado a cabo por grupos nacionales de investigación de reconocido prestigio como el Centro de Vigilancia Sanitaria Veterinaria de la Universidad Complutense de Madrid (VISAVET-UCM; coordinador), el Grupo de RMN e Imagen en Biomedicina del Instituto Pluridisciplinar de la UCM y el Instituto Ramón y Cajal de Investigación Sanitaria (IRYCIS).

En conclusión, el proyecto noTBio ofrecerá un conocimiento más profundo de la respuesta del hospedador frente a la TB, así como el desarrollo y validación de nuevas metodologías diagnósticas que mejoren la detección de la TB en los rumiantes domésticos y contribuyan a acelerar su erradicación. |
BIBLIOGRAFÍA
1. Alonso-Moreno P, Ortiz P, Ortega J, Velasco C, López A, Bezos J, Izquierdo-Garcia JL. Metabolomic signatures of tuberculosis and paratuberculosis in goats revealed by high-resolution and benchtop NMR spectroscopy. Vet Res. 2025 Dec 12;57(1):11. doi: 10.1186/s13567-025-01686-7.
2. Alonso-Moreno P, Rodriguez I, Izquierdo-Garcia JL. Benchtop NMR-based metabolomics: First steps for biomedical application. Metabolites. 2023 Apr 29;13(5):614. doi: 10.3390/metabo13050614.
3. Alvarez AH. Revisiting tuberculosis screening: An insight to complementary diagnosis and prospective molecular approaches for the recognition of the dormant TB infection in human and cattle hosts. Microbiol Res. 2021 Nov;252:126853. doi: 10.1016/j.micres.2021.126853.
4. Alvarez J, de Juan L, Bezos J, Romero B, Sáez JL, Marqués S, Domínguez C, Mínguez O, Fernández-Mardomingo B, Mateos A, Domínguez L, Aranaz A. Effect of paratuberculosis on the diagnosis of bovine tuberculosis in a cattle herd with a mixed infection using interferon-gamma detection assay. Vet Microbiol. 2009 Mar 30;135(3-4):389-93. doi:10.1016/j.vetmic.2008.09.060.
5. Baptistiolli L, Narciso LG, Almeida BFM, Bosco AM, Souza JC, Torrecilha RBP, Pereira PP, Figueiredo RN, Garcia JF, Kaneto CN, Ciarlini PC. Systemic oxidative stress in Suffolk and Santa Ines sheep experimentally infected with Haemonchus
contortus. Acta Parasitol. 2018 Sep 25;63(3):504-514. doi: 10.1515/ap-2018-0060.
6. Barbosa-Amezcua M, Galeana-Cadena D, Alvarado-Peña N, Silva-Herzog E. The microbiome as part of the contemporary view of tuberculosis disease. Pathogens. 2022 May 16;11(5):584. doi: 10.3390/pathogens11050584.
7. Bezos J, Casal C, Romero B, Schroeder B, Hardegger R, Raeber AJ, López L, Rueda P, Domínguez L. Current ante-mortem techniques for diagnosis of bovine tuberculosis. Res Vet Sci. 2014 Oct;97 Suppl:S44-52. doi: 10.1016/j.rvsc.2014.04.002.
8. Bezos J, Sáez-Llorente JL, Álvarez J, Romero B, Díez-Guerrier A, Domínguez L, de Juan L. Bovine tuberculosis in Spain, is it really the final countdown? Ir Vet J. 2023 Jul 25;76(Suppl 1):13. doi: 10.1186/s13620-023-00241-0.
9. Budden KF, Gellatly SL, Wood DL, Cooper MA, Morrison M, Hugenholtz P, Hansbro PM. Emerging pathogenic links between microbiota and the gut-lung axis. Nat Rev Microbiol. 2017 Jan;15(1):55-63. doi: 10.1038/nrmicro.2016.142.
10. Budden KF, Gellatly SL, Wood DL, Cooper MA, Morrison M, Hugenholtz P, Hansbro PM. Emerging pathogenic links between microbiota and the gut-lung axis. Nat Rev Microbiol. 2017 Jan;15(1):55-63. doi: 10.1038/nrmicro.2016.142.
11. Cerva C, de Lima FM, Varela APM, Breyer GM, Vicenzi JM, Bertagnolli AC, Klain VF, Siqueira FM, Mayer FQ. Gut bacterial diversity in bovines infected with Mycobacterium tuberculosis var. bovis: insights on tuberculosis pathogenesis. Tuberculosis. 2025 Jul;153:102652. doi: 10.1016/j.tube.2025.102652.
12. de la Rua-Domenech R, Goodchild AT, Vordermeier HM, Hewinson RG, Christiansen KH, Clifton-Hadley RS. Ante mortem diagnosis of tuberculosis in cattle: a review of the tuberculin tests, gamma-interferon assay and other ancillary diagnostic techniques. Res Vet Sci. 2006 Oct;81(2):190-210. doi:10.1016/j.rvsc.2005.11.005.
13. Echeverría G, Zumárraga MJ, Proaño-Pérez F, Blasco FB, de Waard JH. Assessing the impact of various tuberculin PPD brands on bovine tuberculosis diagnosis. Sci Rep. 2024 Mar 2;14(1):5155. doi: 10.1038/s41598-024-52089-1.
14. Eckersall PD, Bell R. Acute phase proteins: Biomarkers of infection and inflammation in veterinary medicine. Vet J. 2010 Jul;185(1):23-7. doi: 10.1016/j.tvjl.2010.04.009.
15. European Food Safety Authority (EFSA), European Centre for Disease Prevention and Control (ECDC). 2025. The European Union One Health 2024 zoonoses report. EFSA Journal 23 (12): e9759. doi: 10.2903/j.efsa.2025.9759.
16. Fromsa A, Conlan AJK, Srinivasan S, Gumi B, Bedada W, Zeleke M, Worku D, Lakew M, Tadesse B, Bayissa B, Sirak A, Abdela MG, Mekonnen GA, Chibssa T, Veerasami M, Jones GJ, Vordermeier HM, Juleff N, Wood JLN, Ameni G, Kapur V. Comparative performance of tuberculin and defined-antigen cocktails for detecting bovine tuberculosis in BCGvaccinated cattle in natural settings. Sci Rep. 2025 Feb 7;15(1):4564. doi: 10.1038/s41598-025-85389-1.
17. Gassó D, Vicente J, Mentaberre G, Soriguer R, Jiménez Rodríguez R, Navarro González N, Tvarijonaviciute A, Lavín S, Fernández-Llario P, Segalés J, Serrano E. Oxidative stress in wild boars naturally and experimentally infected with Mycobacterium bovis. PLoS One. 2016 Sep 28;11(9):e0163971. doi:10.1371/journal.pone.0163971
18. González, F. H. D., F. H. Ruipérez, J. M. Sánchez, J. C. Souza, S. Martínez-Subiela y J. J. Cerón. 2010. Haptoglobin and serum amyloid a in subacute ruminal acidosis in goats. Revista de Medicina Veterinaria y Zootecnia 57: 159-167.
19. Good M, Clegg TA, Costello E, More SJ. The comparative performance of the single intradermal test and the single intradermal comparative tuberculin test in Irish cattle, using tuberculin PPD combinations of differing potencies. Vet J. 2011 Nov;190(2):e60-e65. doi: 10.1016/j.tvjl.2011.01.005.
20. Humblet MF, Boschiroli ML, Saegerman C. Classification of worldwide bovine tuberculosis risk factors in cattle: a stratified approach. Vet Res. 2009 Sep-Oct;40(5):50. doi: 10.1051/vetres/2009033.
21. Infantes-Lorenzo JA, Moreno I, Risalde MLÁ, Roy Á, Villar M, Romero B, Ibarrola N, de la Fuente J, Puentes E, de Juan L, Gortázar C, Bezos J, Domínguez L, Domínguez M. Proteomic characterisation of bovine and avian purified protein derivatives and identification of specific antigens for serodiagnosis of bovine tuberculosis. Clin Proteomics. 2017 Nov 2;14:36. doi: 10.1186/s12014-017-9171-z.
22. Jones GJ, Konold T, Hurley S, Holder T, Steinbach S, Coad M, Neil Wedlock D, Buddle BM, Singh M, Martin Vordermeier H. Test performance data demonstrates utility of a cattle DIVA skin test reagent (DST-F) compatible with BCG vaccination. Sci Rep. 2022 Jul 14;12(1):12052. doi: 10.1038/s41598-022-16092-8.
23. Khan N, Vidyarthi A, Nadeem S, Negi S, Nair G, Agrewala JN. Alteration in the gut microbiota provokes susceptibility to tuberculosis. Front Immunol. 2016 Nov 28;7:529. doi: 10.3389/fimmu.2016.00529.
24. Kock R, Michel AL, Yeboah-Manu D, Azhar EI, Torrelles JB, Cadmus SI, Brunton L, Chakaya JM, Marais B, Mboera L, Rahim Z, Haider N, Zumla A. Zoonotic tuberculosis – The changing landscape. Int J Infect Dis. 2021 Dec;113 Suppl 1(Suppl 1):S68-S72. doi: 10.1016/j.ijid.2021.02.091.
25. Lakew M, Conlan AJK, Tadesse B, Srinivasan S, Yalew B, Benti T, Olani A, Kinfe G, Ashagrie T, Abebe A, Fromsa A, Abdela MG, Bayissa B, Gebre S, Mihret A, Mekonnen GA, Ameni G, Ashenafi H, Wood JLN, Gumi B, Kapur V. Comparative performance and age dependence of tuberculin and defined antigen bovine tuberculosis skin tests assessed with Bayesian latent class analysis. Sci Rep. 2025 Jun 5;15(1):19728. doi:10.1038/s41598-025-05223-6.
26. Middleton S, Singh M, Coad M, Palmer S, Holder T, Steinbach S, Hardiman R, Vordermeier HM, Jones GJ. Optimization of a molecularly defined tuberculin formulation: recombinant fusion proteins and epitope surgery. J Clin Microbiol. 2025 Oct 8;63(10):e0055225. doi: 10.1128/jcm.00552-25.
27. Middleton S, Steinbach S, Coad M, McGill K, Brady C, Duignan A, Wiseman J, Gormley E, Jones GJ, Vordermeier HM. A molecularly defined skin test reagent for the diagnosis of bovine tuberculosis compatible with vaccination against Johne’s Disease. Sci Rep. 2021 Feb 3;11(1):2929. doi: 10.1038/s41598-021-82434-7.
28. Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación. 2026. Programa Nacional de Erradicación de Tuberculosis Bovina 2026: Infección por el complejo Mycobacterium tuberculosis.
29. Palanisamy GS, Kirk NM, Ackart DF, Shanley CA, Orme IM, Basaraba RJ. Evidence for oxidative stress and defective antioxidant response in guinea pigs with tuberculosis. PLoS One. 2011;6(10):e26254. doi: 10.1371/journal. pone.0026254.
30. Palmer MV, Thacker TC, Rabideau MM, Jones GJ, Kanipe C, Vordermeier HM, Ray Waters W. Biomarkers of cellmediated immunity to bovine tuberculosis. Vet Immunol Immunopathol. 2020 Feb;220:109988. doi: 10.1016/j. vetimm.2019.109988.
31. Park HE, Yoo HS. Biomarkers as diagnostic tools for mycobacterial infections in cattle. Anim Health Res Rev. 2021 Jun;22(1):72-84. doi: 10.1017/S1466252320000195.
32. Pesciaroli M, Alvarez J, Boniotti MB, Cagiola M, Di Marco V, Marianelli C, Pacciarini M, Pasquali P. Tuberculosis in domestic animal species. Res Vet Sci. 2014 Oct;97 Suppl:S78-85. doi: 10.1016/j.rvsc.2014.05.015
33. Pollock JM, Neill SD. Mycobacterium bovis infection and tuberculosis in cattle. Vet J. 2002 Mar;163(2):115-27. doi:10.1053/tvjl.2001.0655.
34. Pozo P, Bezos J, Romero B, Grau A, Nacar J, Saez JL, Minguez O, Alvarez J. Once bitten twice shy: Risk factors associated with bovine tuberculosis recurrence in Castilla y Leon, Spain. Res Vet Sci. 2023 Jun;159:72-80. doi: 10.1016/j. rvsc.2023.04.011.
35. Roy Á, Gómez-Barroso D, Cruz-Ferro E, Fernández A, Martínez-Pino I, Del Henar Marcos M, Ursúa-Díaz I, Miras S, Echave N, Ouranou E, Romero B, Herrera-León L, Herrador Z; Study group on zoonotic tuberculosis. Spatiotemporal distribution and clinical characteristics of zoonotic tuberculosis, Spain, 2018-2022. Emerg Infect Dis. 2025 Jul;31(7):1344-1352. doi:10.3201/eid3107.250031.
36. Ruiz-Cabello J, Sevilla IA, Olaizola E, Bezos J, Miguel-Coello AB, Muñoz-Mendoza M, Beraza M, Garrido JM, IzquierdoGarcía JL. Benchtop nuclear magnetic resonance based metabolomic approach for the diagnosis of bovine tuberculosis. Transbound Emerg Dis. 2022 Jul;69(4):e859-e870. doi: 10.1111/tbed.14365.
37. Saco Y, Bassols A. Acute phase proteins in cattle and swine: A review. Vet Clin Pathol. 2023 Feb;52 Suppl 1:50-63. doi:10.1111/vcp.13220.
38. Schiller I, Oesch B, Vordermeier HM, Palmer MV, Harris BN, Orloski KA, Buddle BM, Thacker TC, Lyashchenko KP, Waters WR. Bovine tuberculosis: a review of current and emerging diagnostic techniques in view of their relevance for disease control and eradication. Transbound Emerg Dis. 2010 Aug 1;57(4):205-20. doi:10.1111/j.1865-1682.2010.01148.x.
39. Smith K, Kleynhans L, Warren RM, Goosen WJ, Miller MA. Cell-Mediated immunological biomarkers and their diagnostic application in livestock and wildlife infected with Mycobacterium bovis. Front Immunol. 2021 Mar 4;12:639605. doi:10.3389/fimmu.2021.639605.
40. Velasco C, Roy A, Cruz-Lopez F, Gomez-Buendia A, Ortega J, Mendez-Lopez S, de Juan L, Dominguez L, Romero B, Alvarez J, Bezos J. Exploring specific biomarkers in blood for in vitro diagnosis of caprine tuberculosis. Front Microbiol. 2026 Feb 20;17:1765857. doi: 10.3389/fmicb.2026.1765857.
41. Wood PR, Jones SL. BOVIGAM: an in vitro cellular diagnostic test for bovine tuberculosis. Tuberculosis. 2001;81(1- 2):147-55. doi: 10.1054/tube.2000.0272.
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